【五分钟讲实验】支气管炎动物模型构建

支气管炎动物模型是用来模拟人类支气管炎疾病的实验动物模型。该模型可用于研究支气管炎的发病机制、药物筛选和治疗方法等。

支气管炎是一种常见的呼吸系统疾病，适应症及对应的动物模型如下所示：

1. 急性感染性支气管炎

适应症：急性感染性支气管炎是由病毒或细菌引起的短期呼吸道感染。适用于研究感染过程、免疫机制和治疗策略。

动物模型：小鼠、大鼠等动物可以通过给予致病菌（如肺炎链球菌）进行感染来建立急性感染性支气管炎模型。

2. 慢性阻塞性支气管炎 (COPD)

适应症：COPD是一种慢性进行性炎症性疾病，主要由吸烟、空气污染等因素引起。适用于研究COPD发生机制、炎症反应和新药的评估。

动物模型：烟瘤模型（吸入烟雾）、气道刺激性模型（吸入化学物质或颗粒物）以及遗传模型（如Alpha-1抗胰蛋白酶缺陷等）可以用于构建COPD动物模型。

3. 过敏性支气管炎

适应症：过敏性支气管炎是一种免疫介导的呼吸系统疾病，主要由过敏原引起。适用于研究过敏机制、免疫反应和新药的评估。

动物模型：小鼠、大鼠可以通过给予特定抗原（如Ovalbumin）或过敏原（如家尘螨）来诱导过敏性支气管炎。

4. 遗传性支气管扩张症 (BHD)

适应症：BHD是一种罕见的遗传性疾病，主要表现为支气管扩张和肺囊泡形成。适用于研究BHD发生机制、基因突变对疾病的影响等。

动物模型：小鼠模型通过敲除或突变特定基因（如Folliculin基因）来模拟遗传性支气管扩张症。

结合上述适应症情况，支气管炎动物模型的造模方法可以分为以下4大类常见的方式：

1. 感染模型

可以使用细菌、病毒或真菌等病原体来诱导支气管炎。

① 细菌感染：通过给动物注射致病菌（如Haemophilus influenzae、Streptococcus pneumoniae）或在呼吸道内进行滴鼻感染，以模拟支气管炎的发生。

② 病毒感染：使用病毒（如RSV、Influenza病毒）来感染动物的呼吸道，引起炎症反应和支气管炎。

2. 刺激剂模型

通过吸入刺激性气体或颗粒物来诱导支气管炎。

① 烟雾暴露：将动物长期置于烟雾室中暴露于烟雾中，模拟吸烟引起的支气管炎。

② 颗粒物暴露：通过吸入刺激性颗粒物（如灰尘、二氧化硫）或化学物质（如二氯甲烷、氨气）来诱导支气管炎。

3. 遗传模型

利用基因改变的动物模型，如转基因小鼠，来模拟特定的支气管炎相关遗传缺陷，以研究疾病机制和新药作用靶点。

例如，IL-13转基因小鼠可模拟过敏性支气管炎。

4. 免疫学方法

通过免疫学技术引发支气管炎。

① 免疫原注射：给动物注射特定的抗原，如蛋白质、细胞分泌物等，诱导免疫反应并引发支气管炎。

支气管炎动物模型对比

支气管炎动物模型常见模型动物：小鼠、大鼠、豚鼠、兔子、猪。

以上表格仅为示例，具体的优缺点和应用领域可能因研究目的、实验条件和动物模型的特点而有所不同。在选择适当的动物模型时，需要综合考虑多种因素，并参考相关文献和专家建议作出决策。

研究支气管炎药物治疗常常使用动物模型进行临床前药理药效研究。以下是支气管炎动物模型及其对应的药物研究和示例药物：

1. 感染模型

该模型通过在动物体内感染病原微生物（如细菌、病毒等）来模拟支气管炎的感染过程。药物研究主要通过评估药物对病原微生物的抑制作用以及对炎症反应的影响。

示例药物包括抗生素（如青霉素、头孢菌素）、抗病毒药物（如奥司他韦）等。

临床前药理药效研究方法：常用方法包括体温监测、病原体数量测定、免疫组化或免疫荧光染色观察病变程度、炎症标志物检测等。

2. 刺激性模型

这种模型通过暴露动物于刺激剂（如吸入烟雾、化学物质等）来诱发支气管炎样病变。药物研究主要关注药物对炎症反应和刺激性因素引起的损伤的减轻作用。

示例药物包括类固醇（如氢化可的松）、抗氧化剂（如N-乙酰半胱氨酸）等。

临床前药理药效研究方法：常用方法包括咳嗽次数记录、肺功能测试（如呼气峰流速、肺泡通气量等）、血氧饱和度测定、炎症标志物检测等。

3. 免疫学模型

该模型通过调节动物免疫系统来模拟支气管炎的免疫反应。药物研究主要关注药物对免疫细胞、免疫介质及其相关通路的调节作用。

示例药物包括免疫抑制剂（如环孢菌素A）、白介素-4抗体等。

临床前药理药效研究方法：常用方法包括特异免疫反应测定（如IgE介导的免疫反应）、免疫组织化学染色观察炎症程度、细胞因子或抗体测定等。

4. 遗传模型

这种模型通过使用具有特定基因突变的动物来模拟支气管炎的遗传因素。药物研究主要关注药物在特定基因型动物中的功效和机制。

示例药物包括基因治疗药物（如肺上皮细胞生长因子）等。

临床前药理药效研究方法：常用方法包括MRI或CT扫描观察肺部结构、基因表达分析、组织病理学检查等。

1. 气管内注射LPS法

将造模鼠麻醉，仰卧固定于操作台，暴露声门，以静脉套针代替气管导管，拔除针芯，快速插入气管，将LPS（200μg·200μL-1）注入气管内，第7/14d重复上述操作。

将麻醉后的小鼠固定于鼠板，颈前切一小口，钝性逐层剥离周围组织，分离气管，按0.1mL/10g将脂多糖浓度为（0.45mg/mL）缓慢注入到气管中，并上下摇晃实验小鼠30s，以防小鼠窒息死亡，并有助于脂多糖均匀分布于两肺，最后缝合伤口，连续饲养1周。

气管滴注LPS，1次/d，连续3d，饲养3周。

3. 评价方式（举例）：

3.1 宏观指标：

模型动物具有咳嗽、打喷嚏、流涕、呼吸急促、呼吸有啰音、抓鼻、扎堆、蜷卧少动、眯眼、精神反常、反应迟钝、食欲减退、体重下降或增长缓慢、毛发枯黄无光泽等表现。

3.2 微观指标：

3.2.1 肺组织形态学观察

①肉眼观察：双肺肺体积增大，开胸后萎陷不明显，色泽晦暗，过缘变钝，质软，弹性较正常片偏低，两肺均有程度不同的瘀血，支气管红肿有瘀点。

②光镜下观察：光镜下可观察到模型鼠肺组织、气管及支气管黏膜存在大量炎性细胞（单核细胞、淋巴细胞、浆细胞）浸润，少量的中性粒细胞等。

3.2.2 实验室指标

免疫组学检查、血液流变学检测：

4. 影像学检查